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AKITA 3D血管模型 | 血管异常(VAs)
发布时间:2025/11/13 点击数:451

用于血管疾病建模的芯片:一种通用且可扩展的解决方案


Akita 3D血管疾病模型


一、引言

血管异常(Vascular anomalies, VAs)是血管生成过程中,出现的缺陷,目前的治疗方法存在明显局限性,包括病灶部位难以接近以及不完全切除后的再生长。因此,亟需创立更为微创的医学治疗方案。为了开发新的治疗手段,体外模型十分重要,它们可用于初步评估潜在治疗方法的有效性和毒性。这类体外模型需要精que且生理相关的培养条件,并依赖复杂的三维(3D)细胞实验。


本研究旨在开发一种多功能的器官芯片,用于模拟在不同流体动力学、力学生物学和生物学条件下,正常血管与血管异常之间的功能差异与失调机制。


二、方法


Akita-Plate96-BloodVessel


1、在流体作用下,评估野生型(WT)iPSC来源的内皮细胞(iPSC ECs)与携带血管畸形致病突变 TIE2 L914F 的 iPSC ECs 之间的形态学差异。


评估野生型iPSC来源的内皮细胞与携带血管畸形致病突变的iPSC-ECs之间的形态学差异


2、在芯片上利用 I 型胶原水凝胶(collagen-I hydrogels) 自组装形成单根毛细血管结构。


利用I型胶原水凝胶自组装形成单根毛细血管结构


3、在流体作用下,评估两株对照组(CTL)和两株携带 ALK1 突变 的患者来源内皮集落形成细胞(ECFCs) 对 BMP9 的 p-Smad1/5 信号响应情况。


两株对照组和两株携带ALK1突变的患者来源内皮集落形成细胞对BMP9的p-Smad1/5信号响应情况

4、利用重力驱动的流体形成符合生理相关性的剪切应力梯度


利用重力驱动的流体形成符合生理相关性的剪切应力梯度1

利用重力驱动的流体形成符合生理相关性的剪切应力梯度2


  • 符合 ANSI / SLAS 标准尺寸

  • 可同时进行 24 个实验,并可扩展至 96 个实验

  • 无泵式流体控制系统

Akita无泵式流体控制系统


  • 可形成可灌流的管腔结构

  • 可调控的仿生表面刚度

  • 剪切应力梯度


三、结果

1、液流与受限的微流控结构会影响正常与静脉畸形 iPSC 来源内皮细胞(iPSC ECs)的形态与排列方式。

在芯片上的细胞培养与传统二维培养在细胞形态和排列上存在明显差异。受限的微流控通道有助于细胞沿着流体方向排列,而二维培养中的细胞则随机分布。在静态芯片上,由于缺乏流体作用,携带 TIE2 突变 的细胞表现出更为细长的形态,细胞间连接不够完整,导致 肌动蛋白(actin)与细胞核(nuclei)取向分布更广,并且细胞核的伸长程度受到影响。


液流与受限的微流控结构会影响正常与静脉畸形 iPSC 来源内皮细胞的形态与排列方式


2、在芯片上利用 I 型胶原水凝胶(collagen-I hydrogels) 实现自组装形成单根毛细血管。

在 I 型胶原水凝胶的辅助下,细胞能够在芯片内部形成自由支撑的毛细血管结构。这种方法能够在无需缩小微通道尺寸的情况下,获得一致且微小的毛细血管结构。在该模型中,携带 TIE2 突变 的细胞在流体方向上的细长度降低,同时表现出更少且更短的肌动蛋白纤维(actin filaments)。细胞间连接的排列方向为 +90°,从而形成更清晰、更锐利的细胞边界。


在芯片上利用I型胶原水凝胶实现自组装形成单根毛细血管


3、在流体作用下,评估对照组与携带 ALK1 突变 的 内皮集落形成细胞(ECFCs) 对 BMP9 的 p-Smad1/5 信号响应

图像采集通过 Thermo Fisher 的 CX7 高内涵分析显微镜完成。我们在微通道的薄段(高剪切应力)与厚段(低剪切应力)均获得了良好的 p-Smad1/5 染色信号。结果显示,与对照组 ECFCs 相比,ALK1 突变供体 4 的 p-Smad1/5 染色强度略低。


对照组与携带ALK1突变的内皮集落形成细胞对BMP9的p-Smad1/5信号响应1

对照组与携带ALK1突变的内皮集落形成细胞对BMP9的p-Smad1/5信号响应2


总体来看,在 BMP9 刺激的细胞中,p-Smad1/5 水平在高剪切应力的薄段中更强,这与文献报道(Baeyens 等,2016,《J Cell Biol》)一致。这些结果令人鼓舞,但仍需进一步验证。未来的重要方向是建立芯片模型,以研究 HHT(遗传性出血性毛细血管扩张症)相关突变如何影响 p-Smad1/5 对流体刺激的响应机制。


四、结论

我们建立了一种微流控方案,可结合多种细胞系与机械及生物刺激,用于 体外模拟多种血管异常(VAs),从而使我们能够研究病变血管细胞的功能变化。


未来的研究将利用这一已建立的方案和模型,深入探究血管异常的分子机制,并评估不同的候选治疗药物,以期纠正细胞异常并改善血管畸形病灶。


借助这一标准化且具转化意义的方案,我们旨在提供一种优于动物实验的替代方案,更重要的是,加速针对罕见疾病的治疗研究与新药发现进程。


总部设在芬兰,奥卢的器官芯片制造商AKITA,by Finnfadvance,成立于2019年。系统搭载拥有高通量器官芯片板,该板可被设计成单器官和多器官,兼容多种成像模式,高人体相关性的下一代人体体外模型,加速药物开发,降低临床前试验失败的风险,也可用于个性化医疗。


上海曼博生物医药科技有限公司是AKITA官方授权的中国经销商。关注我们,敬请期待AKITA的更多血管及器官芯片应用,欢迎咨询曼博生物获取本文的原文海报资料


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    AKITA 3D血管模型1 | 静脉畸形(VMs)
    发布时间:2025/02/24 点击数:1094

    用于测试抗静脉畸形候选药物的人类细胞3D体外模型


    引言

    静脉畸形(VMs)是常见的先天性血管畸形之一。标准治疗方法是手术和/或硬化治疗,但由于病变的大小或位置,手术切除可能无法进行,并且畸形组织往往会再生,迫切需要开发医疗疗法。作为该领域的突破,近期的研究表明,大多数VMs是由内皮细胞(ECs)中TIE2-PIK信号通路的体细胞获得性功能突变引起的。针对VMs的分子药物西罗莫司(也称为雷帕霉素)可以通过抑制mTORC2在体外减少Akt的完全作用,并且在临床试验中西罗莫司可以减少VM病变[1,2] 。


    然而,西罗莫司有一定的局限性;在体外,它不能使所有的分子/细胞VM异常正常化,在人体中它具有有效的免疫抑制作用。此外,TIE2/PIK3CA突变阴性的VMs可能是由不直接与Akt信号通路相关的基因突变引起的[3,4] 。


    因此,目前的临床治疗很少具有治愈性,没有临床药物针对突变的TIE2或PIK。因此,研究新的分子药物对于开发有效的个性化VM靶向医疗疗法是必要的。在这里,研究者使用人脂肪基质细胞(hASC)/脐静脉内皮细胞(HUVECs)在纤维蛋白凝胶中的3D共培养开发了VM体外模型。研究者发现这个模型适合研究由致病性TIE2突变引起的细胞异常(间充质细胞分化、管形成、ECM沉积)并测试候选药物的效力以正常化细胞异常。


    研究者研究了雷帕霉素(作为黄金标准)、阿培利司(PI3K抑制剂)、AZ03(由阿斯利康开发的TIE2抑制剂)的效果。流动对VM内皮细胞的影响也在由Finnadvance设计和制造的微流体装置中的hASC/HUVEC共培养系统中进行了测试。


    材料与方法

    在共培养模型中(下图),首先在培养板上涂覆纤维蛋白凝胶,然后加载hASCs(20,000个细胞/平方厘米),数小时后在其上加载HUVECs(5,000个细胞/平方厘米)。使用由FICAM(VA Cure合作组织)开发的特定血管刺激培养基来增强内皮细胞管形成。第5天加入不同药物以评估其对增大的内皮细胞管、ECM沉积和SMCs覆盖的影响。共培养模型在这种培养基中培养7天,然后用共聚焦显微镜固定和成像。


    为了检查共培养模型中流动对管形成的影响,微流体通道用纤连蛋白(100 µg/mL)涂覆,然后分别在数小时内加载hASCs(2×10⁴个细胞/mL)和HUVECs(2×10⁴个细胞/mL)。芯片分别在静态模式和放置在摇床上的动态模式下进行培养。AKTIA 精密摇摆系统调整为25°角和 2 RPM以施加0.4-4.0 Pa的剪切应力。


    AKITAPlate96-Blood VesselMacro & micro-vasculature

    图:AKITAPlate96-Blood VesselMacro & micro-vasculature


    结果

    1. 逆转录病毒转导HUVECs的蛋白质印迹分析

    使用逆转录病毒基因转移在HUVECs中表达引起VM的TIE2-L914F突变,TIE2-WT和不表达TIE2的HUVECs用作对照。细胞使用双顺反子IRES载体转导,因此转导的细胞也表达GFP标记基因(IG)。图1显示HUVECs IG与正常HUVECs相似,WT和突变体中TIE2的表达水平相似,研究者的目标是WT和突变体之间的差异在于突变体中的TIE2磷酸化。


    图1. (A) 显示了免疫沉淀中的TIE2表达和磷酸化水平,(B, C) 显示了蛋白质印迹中TIE2和Akt的水平以及抗肌动蛋白。右侧显示了蛋白质印迹信号的定量结果。


    2. 正常、TIE2WT和TIE2L914FHUVECs的形态及治疗(阿培利司、雷帕霉素和Az03)对人脂肪干细胞/内皮细胞共培养模型中血管结构的影响,内皮细胞用CD31染色,aSMC表示hASCs向平滑肌样细胞的分化,ECM用ColIV染色。(图2)。


    图2:A & A1, B & B1)正常和TIE2WT HUVECs形成了管状网络,如其他人以前所示。C & C1) TIE2L914F结果表现为异常增大的血管结构,Col IV分散,SMCs覆盖较少。D & D1, E & E1, F & F1)显示TIE2^L914F血管结构在处理Az03 1µM、阿培利司1µM和雷帕霉素100nM 48小时后的变化。


    3. 在微流体通道中加载胶原蛋白1型(1mg/mL)的hASCs和HUVECs混合物的管状形成(图3)。


    图3. A, B和C)分别显示了hASCs与正常、TIE2WT和TIE2L914F HUVECs共培养的管状形成。D, E)分别显示了静态和动态模式下的COL IV沉积。F)显示了流动对静态和动态模式下管状结构取向的影响。


    4. 血管和SMCs直径及体积的定量分析

    图4意味着血管相对的SMCs覆盖率在TIE2L914F中更低,并且在TIE2L914F中通过阿培利司和AZ03 TIE2抑制剂得到了抑制。


    图4:A) 管道(COL IV)直径测量显示,经过阿培利司和AZ03治疗后,异常增大的血管数量减少。B) 使用Imaris进行3D渲染,测量每个血管和SMCs,并绘制SMCs体积与血管体积的比例。


    结论

    在本研究中,研究者开发了一个使用hASCs和引起静脉畸形的逆转录病毒转导HUVECs的3D体外共培养模型。


    该3D模型在三个主要方面模拟了静脉畸形,包括增大的血管、异常组织的血管周围ECM和较低的SMC覆盖率[5] 。更有趣的是,该模型对TIE2抑制剂有反应,并显示出用于进一步药物筛选的高潜力。此外,使用微流体芯片并引入流动,研究者研究了流动对该体外疾病模型中ECM沉积取向的影响。


    参考文献

    [1]Queisser, Angela, et al. "Genetic basis and therapies for vascular anomalies." Circulation Research 129.1 (2021): 155-173.

    [2]Harbers, Veroniek EM, et al. "Patients with Congenital Low-Flow Vascular Malformation Treated with Low Dose Sirolimus." Advances in Therapy 38.6 (2021): 3465-3482.

    [3]Castel P, et al. Somatic PIK3CA mutations as a driver of sporadic venous malformations. Sci Transl Med 2016;8:332ra42.

    [4]Huttala, Outi, et al. "Human vascular model with defined stimulation medium-a characterization study."(2015).

    [5]Boscolo, Elisa, et al. "Rapamycin improves TIE2-mutated venous malformation in murine model and human subjects." The Journal of clinical investigation 125.9 (2015): 3491-3504.


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